Técnicas que empleamos (Parte 1): Agroinfiltración

FUNDAMENTOS DE LA AGROINFILTRACIÓN

La agroinfiltración es la técnica que más ha contribuido a la popularización de N. benthamiana como planta modelo en la investigación, ya que posibilita que proteínas de interés se fusionen traduccionalmente a una proteína autofluorescente y se produzcan de forma transitoria en las células vegetales de una forma rápida y muy sencilla. La agroinfiltración, que tan bien funciona en N. benthamiana, lamentablemente funciona de una forma muy pobre en Arabidopsis thaliana. Por ello no sólo ha aumentado el número de publicaciones científicas que emplean a N. benthamiana como única planta modelo, sino que además ha aumentado el número de publicaciones que emplean esta especie para completar los estudios iniciados en A. thaliana. Metodológicamente la agroinfiltración es el colmo de la simplicidad: Con una jeringuilla desechable de 1 ml (sin aguja) se inyecta una suspensión bacteriana (de Agrobacterium tumefaciens) en el espacio intercelular del envés de una hoja. La cepa bacteriana, que es un patógeno vegetal y de forma natural puede transferir material genético exógeno, contiene un vector binario diseñado para la expresión de la proteína de interés. Pasadas 24 ó 48h desde la infiltración en las hojas se puede recoger el tejido para su observación al microscopio o para emplearlo en análisis bioquímicos.

 Agrobacterium tumefaciens es un fitopatógeno que causa graves daños en las plantas superiores, en las que produce tumores o agallas en la base del tallo, siendo su tratamiento difícil y costoso. La infección la provoca Agrobacterium por medio del plásmido Ti o inductor de tumor. En el plásmido Ti se encuentra una región de DNA que se transfiere al núcleo de la célula vegetal y se inserta en su genoma a partir del cual se transcribe y se traduce. Esta región de DNA se denomina T-DNA o DNA de transferencia y está delimitada por secuencias repetidas de 25 pares de bases (bordes derecho e izquierdo) que orientan la región que será procesada. El T-DNA silvestre normal localizado en el plásmido Ti, tal como se observa en la siguiente figura, contiene genes de síntesis de hormonas que provocan un crecimiento descontrolado de las células vegetales (oncogenes) y genes de síntesis de opinas específicas de las que se nutren las bacterias.

Los genes vir se agrupan en diez operones que realizan cuatro funciones básicas: 1) Sensar los compuestos fenólicos que produce la planta tras sufrir una herida y llevar a cabo la transducción de dicha señal (VirA y VirG); 2) Procesar el T-DNA del plásmido y unirse covalentemente al extremo 5' de la monohebra de DNA procesada (VirD1 y VirD2); 3) Secretar la monohebra de DNA procesada y de las proteínas Vir (D2, D5, E2, E3 y F) mediante un sistema de secreción de tipo 4 (11 proteínas VirB y VirD4); 4) Participar en el tráfico citoplásmico de la monohebra de DNA dentro de la célula hospedadora e integración en el genoma de la misma (VirD2, VirD5, VirE2, VirE3, VirF). Sin embargo, ninguno de los genes codificados en el T-DNA es imprescindible para la transferencia del mismo. De ahí que haya sido posible construir vectores carentes de los genes de patogenicidad en los que se inserten genes de interés entre los bordes del T-DNA y que hagan uso de los genes vir para ser transferidos al genoma de la célula vegetal.

El sistema de vector binario nos permite aprovechar la capacidad de transferir los genes codificantes de las proteínas que deseamos expresar al genoma de la planta hospedadora, en este caso Nicotiana benthamiana, evitando la aparición de la enfermedad en la planta. En un vector binario que se emplea de forma generalizada para la transfección en plantas no existen ni los genes vir ni los genes para el catabolismo de opinas. Existen los bordes derecho e izquierdo del T-DNA pero se han suprimido los genes onc y ops, y en su lugar, introducimos el gen que deseamos expresar (DNA exógeno) y un gen marcador para seleccionar las plantas transformadas, normalmente un gen de resistencia a antibiótico o herbicida. El DNA exógeno puede contener información para una o varias proteínas. Éstas pueden dar lugar a una proteína de fusión o a varias proteínas independientes que forman parte de la misma ruta metabólica (Ver al respecto el artículo de van Herper et al., 2010, Nicotiana benthamiana as a production platform for Artemisinin precursors). La supresión de los genes onc y ops nos permite calificar al T-DNA como no oncogénico. El vector binario deberá contener, tal como se observa en la figura siguiente, el origen de replicación de A. tumefaciens y de E. coli para asegurar su estabilidad en ambas bacterias (la manipulación se lleva a cabo en E. coli por su mayor sencillez), y un gen marcador de resistencia bacteriana a antibióticos.

El material genético que se encuentra entre los bordes LB y RB del T-DNA (los genes codificantes de la proteína de fusión PRO:GFP y de la resistencia de la planta a Kanamicina o a Basta) no puede ser transferido al genoma de la célula vegetal debido a que el vector binario no contiene los genes vir, imprescindibles para este fin. Para solventar esta deficiencia, el plásmido binario se transforma en una cepa de A. tumefaciens desarmada del plásmido Ti. Esto significa que posee un plásmido Ti modificado, denominado helper, al que se le han eliminado los genes clave implicados en la patogenicidad y que, sin embargo, conserva los genes vir que permiten movilizar la región T-DNA del vector.  

Al sistema de vector binario también se le conoce como sistema trans porque el T-DNA no oncogénico y los genes vir se encuentran en plásmidos distintos. También existe el sistema cis o de vector cointegrado, menos empleado por la dificultad de manejo, en cuyo caso tanto el T-DNA no oncogénico como los genes vir se encuentran en el mismo vector. En tal caso el T-DNA no oncogénico se integra en el plásmido Ti (que contiene los genes vir) mediante recombinación homóloga. Para actualizar los aspectos relativos a la transformación de plantas con vectores binarios recomiendo el artículo de Lee & Gelvin (2008). Una vez en el núcleo de la célula vegetal, los genes incluidos en el T-DNA se transcriben normalmente dando lugar a la proteína de interés y a la resistencia correspondiente. La tecnología que permite aprovechar la maquinaria fitopatogénica que, de forma natural, posee Agrobacterium tumefaciens constituye la base de la obtención de numerosas plantas transgénicas, al permitir la transferencia de genes exógenos al núcleo de las células vegetales. De hecho, los vectores binarios son los que más han simplificado la generación de plantas transgénicas. Se han diseñado vectores binarios especializados en construcciones concretas que se introducen en cepas de Agrobacterium que contienen el plásmido helper. Entre estos vectores binarios se encuentran los que posibilitan la expresión de proteínas, observar la inducción de promotores, localización de proteínas, estudios de interacción entre proteínas, y silenciamiento génico inducido por RNA de interferencia (RNAi). Sin embargo, la simplificación en el uso de vectores binarios tiene un coste. Normalmente son vectores con múltiples copias, lo que da como resultado la integración de múltiples copias del T-DNA en el genoma de la planta. La presencia de múltiples copias del transgén da lugar al silenciamiento del mismo con más frecuencia que cuando se integra una sola copia. Otro de los problemas asociados a la transformación de plantas que se intensifica con el uso de vectores binarios multicopia es la integración del esqueleto del vector en el genoma.

Paréntesis: Silenciamiento génico post-transcripcional de RNA
Una vez que el T-DNA se ha incorporado al núcleo de las celulas de N. benthamiana comienza a transcribirse dando lugar a RNA que sale del núcleo al citoplasma de las células. En el citoplasma se encuentran los ribosomas, que son las máquinas que traducen el RNA derivado del T-DNA a proteínas. De este modo se consigue la expresión ectópica de la proteína de interés. Sin embargo, la utilidad del sistema es limitada porque la expresión ectópica de la proteína cesa al cabo de 2 ó 3 días. La razón de esta falta de eficiencia es el silenciamiento génico post-transcripcional (conocido de forma abreviada como PTGS, de Post-Transcriptional Gene Silencing) (Voinnet et al. 2003).

El silenciamiento génico post-transcripcional de RNA es un mecanismo de degradación de RNA específico de secuencia y que se encuentra muy conservado entre la mayoría de los eucariotas. El RNA transcrito de un gen determinado que resulta degradado no se puede traducir a la proteína correspondiente y queda, por tanto, silenciado. Mediante este sistema se degradan las moléculas de RNA extraño, ya sea procedente de un transgén con elevado nivel de expresión, de un gen aberrante, o de una infección vírica. De hecho, el silenciamiento de RNA es una respuesta de defensa vegetal dirigida a limitar las infecciones víricas y la severidad de sus síntomas (Johansen & Carrington 2001). En los diferentes organismos donde se ha estudiado el PTGS comienza con la formación de una molécula iniciadora: un RNA de doble hebra (dsRNA). El dsRNA se forma en los pasos intermedios de la replicación del genoma de muchos virus de plantas y, por ello, los virus son con frecuencia potentes inductores del silenciamiento de RNA. En el caso particular del RNA de un transgén, se requiere una RNA polimerasa vegetal dependiente de RNA (RDR) que catalice la síntesis del RNA complementario al del transgén. El dsRNA que se forma por la unión del RNA mensajero (mRNA) y de su RNA complementario es reconocido por una nucleasa específica de dsRNA (RNAsa de tipo III) que lo trocea en pequeños fragmentos de RNA, de 21-25 pb que se conocen como siRNAs, es decir,  small interfering RNAs. Estos siRNAs se asocian con proteínas de tipo nucleasa y sirven de guía por complementariedad de secuencia para la degradación del RNA del transgén y, en su caso, de otros mRNAs con elevada identidad de secuencia. En conclusión, el PTGS es un factor limitante del sistema de expresión transitoria de una proteína de interés en N. benthamiana mediada por Agrobacterium y, por supuesto, para los virus que provocan infecciones en plantas. No obstante, los virus han desarrollado una estrategia contra-defensiva, denominada inhibición del silenciamiento génico de RNA que, en esencia, consiste en bloquear algún paso del mecanismo de silenciamiento. En el siguiente esquema, tomado de Jiang et al. (2012), se pueden observar en rojo los distintos inhibidores de silenciamiento virales identificados y los pasos del silenciamiento génico de RNA que bloquean.

La inhibición (también denominada supresión) del silenciamiento génico es el "invento" de los virus de plantas que nosotros aprovechamos para favorecer en N. benthamiana la expresión de las proteínas de interés. Se han probado numerosos inhibidores de silenciamiento de origen viral a fin de determinar cuál es más efectivo y permite una mayor expresión de la proteína de interés. Actualmente el más utilizado es la proteína p19 de un virus de tomate (tomato bushy stunt virus, TBSV) que forma un homodímero que se une a la forma dúplex de los siRNAs bloqueando así la liberación de los siRNAs y, con ello, la degradación del RNA procedente del transgén. Estos siRNAs son los que se mueven a las células vecinas y promueven el silenciamiento sistémico. El bloqueo del movimiento local de los siRNAs por parte de p19 es esencial para que los virus lleven a cabo una infección sistémica. V2 es otro inhibidor de silenciamiento viral del que recientemente se ha observado que incrementa los niveles de expresión de transgenes en los ensayos de expresión transitoria en N. benthamiana a un nivel parecido al de p19 (Naim et al. 2012). V2 es una proteína de otro virus de tomate (tomato yellow leaf curl virus) y actúa en otro nivel de la maquinaria de silenciamiento natural de las plantas. En síntesis, V2 interfiere con la amplificación secundaria de los siRNAs al interaccionar o bien directamente con la proteína SGS3 (una proteína que actúa de forma concertada con la RDR6 para la síntesis de la hebra complementaria al mRNA) de la planta o a las estructuras de dsRNA con extremos 5' implicadas en la generación de siRNAs. Una ventaja adicional del inhibidor de silenciamiento V2 es que permite la sobrexpresión de genes exógenos a N. benthamiana al mismo tiempo que posibilita el silenciamiento de genes endógenos mediante el sistema de las horquillas de RNAi. Este sistema es el método más comúnmente empleado para crear mutantes con pérdida de función en genes de interés y funciona de forma efectiva en las plantas mutantes sgs3.

El empleo de inhibidores de silenciamiento viral en la expresión transitoria de proteínas mediada por la infiltración con Agrobacterium es un método de expresión de proteínas en plantas que posee una gran eficiencia y fue desarrollado por el grupo de David Baulcombe del Sainsbury Laboratoy (Norwich, Reino Unido). Actualmente esta tecnología se encuentra patentada por Plant Bioscience Limited.

La implementación práctica del uso de inhibidores de silenciamiento en la agroinfiltración de N. benthamiana es muy sencilla. Basta con infiltrar en las hojas de N. benthamiana el cultivo de la cepa de Agrobacterium que lleva el sistema de vector binario para expresar las proteínas de interés junto con otro cultivo de la cepa de Agrobacterium que contiene el sistema de vector binario que expresa un inhibidor de silenciamiento génico de origen viral.


PROTOCOLO DE AGROINFILTRACIÓN

1º) Preparación del cultivo bacteriano que vamos a infiltrar en las hojas de N. benthamiana:

1.1) Crecimiento durante la noche a 28ºC y en agitación en medio YEP ó LB con antibióticos de los siguientes cultivos bacterianos:
* Agrobacterium tumefaciens (cepa con plásmido helper) transformada con un plásmido binario que contiene el gen codificante de la proteína de interés. El gen se podrá expresar desde su propio promotor o desde un promotor constitutivo como el promotor 35S del virus del mosaico de la coliflor y deberá contar con un terminador o secuencia de poliadenilación. El gen puede codificar una proteína de forma aislada, varias, o una proteína de fusión, tanto en su extremo N-terminal como C-terminal. De este modo logramos que nuestra proteína quede unida a una secuencia que la dirija de forma específica a un orgánulo de la célula, que facilite su purificación o seguimiento mediante el uso de anticuerpos, o que permita su localización mediante microscopía de fluorescencia. Este es el caso de las fusiones con proteínas autofluorescentes (GFP, RFP, YFP, BFP, etc...). En los ensayos de colocalización mediante microscopía confocal se inocularán sendos cultivos de Agrobacterium con cada una de las proteínas de fusión que deseemos colocalizar.
* Agrobacterium tumefaciens (cepa con plásmido helper) transformada con un plásmido binario que contiene el gen codificante del inhibidor de silenciamiento de origen viral p19 ó V2.

1.2) Adición de Acetosiringona 200 mM a los cultivos crecidos durante la noche e incubación del cultivo durante 2 ó 3 horas a temperatura ambiente ó a 28ºC  y en agitación. La acetosiringona es un compuesto fenólico que exudan las plantas por las heridas y que funciona como quimioatrayente de A. tumefaciens.

1.3) Recolección de las células mediante centrifugación y suspensión de las mismas en medio de infiltración (MI, formado por Mg Cl 10 mM y MES 10 mM a pH 5,8). 

1.4) Unión de los cultivos de partida de A. tumefaciens de tal modo que la concentración final de cada uno corresponda a una OD₆₀₀ de 0,3.

1.5) Adición de Acetosiringona 200 mM a la mezcla de cultivos e incubación del cultivo durante 1 hora a temperatura ambiente y sin agitación. 

Pasado el tiempo de incubación procedemos a la infiltración de la mezcla de cultivos de A. tumefaciens en N. benthamiana. En el caso en que se desee observar la variación en el patrón de expresión de la proteína de interés cuando N. benthamiana sufre una infección por una bacteria patógena se añadirá a la mezcla de cultivos el cultivo de la bacteria patógena ajustada a la concentración deseada para la misma antes de la infiltración.

2º) Infiltración de la mezcla de cultivos bacterianos en las hojas de N. benthamiana:

2.1.) Una vez seleccionada una planta sana de N. benthamiana y del tamaño apropiado para nuestro propósito hacemos una pequeña herida con una aguja estéril por el envés de las hojas (ni las más viejas ni las más jóvenes) en las que vayamos a llevar a cabo la infiltración.

2.2) Infiltramos por la herida recién hecha y por el envés de las hojas la mezcla de cultivos con una jeringuilla de 1 ml sin aguja.

La mezcla de cultivos ocupa el apoplasto del área de la hoja que hayamos inoculado.

3º) Recolección de las hojas infiltradas y análisis correspondiente:

Entre los dos o tres días después de la agroinfiltración podemos tener una expresión adecuada de la proteína de interés si bien deberemos chequear previamente en cada caso en qué momento se consigue el nivel de expresión deseado. Al cabo de ese tiempo se puede recolectar el tejido para extraer la proteína o se puede observar la localización de una proteína en el microscopio confocal. En este caso basta con cortar un pequeño fragmento del área de la hoja que ha sido infiltrada y disponerlo en agua entre porta y cubre-objetos. 

Expresión de la proteína de fusión PRO:GFP a los 3 días de la agroinfiltración en hojas de N. benthamiana. Observación realizada en microscopio confocal.

"Alimentarse de organismos modificados genéticamente no comporta un riesgo mayor que hacerlo a partir de cultivos convencionales"

La frase anterior fue formulada por Anne Glover en el contexto de una entrevista exclusiva de EurActiv en julio de 2012, y está de acuerdo con uno de los estudios más amplios relativos a riesgos para la salud ("A decade of EU funded GMO Research", 2001-2010). Anne Glover, bióloga escocesa, fue nombrada en Diciembre de 2011 Asesor Científico Jefe de la Comisión Europea por su Presidente, José Manuel Durão Barroso.  Puede que quizás con ella nos encontremos en el punto de inflexión de la política de la Unión Europea (UE) respecto a los organismos modificados genéticamente (OMGs), un buen ejemplo de cómo la mala política ha triunfado sobre la evidencia científica y no al contrario, tal como Anne Glover sugiere que deberá ocurrir en el futuro. Lo más paradójico para ella, que incluso califica de demencial, es la falta de capitalización del conocimiento y experiencia que se ha adquirido en la UE sobre cultivos transgénicos (Noticia). A su juicio, Europa parece encontrarse en una carrera permanente por la segunda plaza ya que, mientras se invierte en la investigación de más alto nivel, esperamos a que terceros países pongan en práctica el conocimiento generado. Su esperanza es que los  Estados de la Unión revisen sus políticas a la luz de la evidencia científica.

La UE tiene seguramente la legislación relativa a OMG más restrictiva del mundo. El organismo europeo responsable de la seguridad alimentaria (European Food Safety Authority (EFSA) analiza caso por caso y con estándares científicos cada uno de los OMGs, iniciando así un largo proceso hasta que cada OMG es autorizado o rechazado por la Comisión. Este sistema asegura que sólo recibirán autorización los OMGs que sean seguros tanto para la salud humana y animal como para el medio ambiente. El alcance de la autorización varía en cada caso, de modo que cada OMG puede ser autorizado para el cultivo y/o su uso en la alimentación animal-humana y/o para el procesamiento industrial.  En general estos OMGs corresponden a variedades de cultivo mejoradas en cuanto a su resistencia a insectos y a herbicidas.

¿Qué OMGs se pueden cultivar dentro de la UE? 

En la actualidad sólo dos OMGs tienen autorizado su cultivo en la UE con propósitos comerciales: El maíz MON810 (Monsanto) que expresa la toxina de Bacillus thuringiensis, por ello conocido como maíz Bt, que confiere resistencia al taladro (Ostrinia nubialis, lepidóptero) y fue aprobado en 1998. En Europa, el cultivo del maíz Bt se concentra fundamentalmente en España en un área de unas 97.000 hectáreas (ha) en 2011 que representan el 26,5% de la producción total de maíz en España. El segundo OMG fue finalmente aprobado por la Comisión Europea en marzo de 2010, tras más de una década en el sistema: la patata Amflora (BASF). Esta aprobación llevada a cabo por el comisario europeo John Dalli, parecía iniciar el cambio de la que había sido la política de la Unión respecto a los transgénicos hasta entonces. La variedad de patata Amflora, productora de almidón rico en amilopectina y carente de amilosa, está destinada al uso industrial, fundamentalmente a la producción de papel. No obstante, la aprobación también permite el uso en alimentación y piensos ya que la idea era emplear alguno de los subproductos de la transformación industrial en la alimentación animal. El cultivo de esta patata empezó a pequeña escala en la República Checa (150 ha), Suecia (80 ha) y Alemania (15 ha). En Alemania, el plan era producir patatas de siembra aunque la fuerte oposición a la tecnología de los transgénicos arruinó el plan y en 2011 sólo se cultivaron 2 ha (Fuente GMO Safety). En Enero de 2011, BASF anuló la comercialización de cultivos transgénicos en Europa (lo que incluye tanto a la patata Amflora como a la patata Fortuna, aún más interesante porque es resistente al hongo Phytophthora infestans, que provocó la famosa hambruna en Irlanda a mediados del siglo XIX, y que sigue pendiente de aprobación) y trasladó las oficinas centrales de BASF Plant Science de Alemania a Estados Unidos, lo que manifiesta las dificultades con que cuenta la industria biotecnológica en Europa. La multinacional alemana admite que no tiene sentido invertir en productos que sean exclusivos del mercado europeo y, por ello, ha decido centrarse en mercados más atractivos, tanto de América como de Asia. Muchos grupos ecologistas aplaudieron la decisión de BASF, en cambio la Comisión Europea la ha recibido como un mazazo, ahora que había empezado a presionar para permitir el cultivo de transgénicos a los agricultores europeos en aquellos lugares de la Unión que acepten esta tecnología.

No obstante, aunque dos cultivos están permitidos en todos los países de la UE, cada Estado miembro tiene libertad para restringir o prohibir el cultivo dentro de su territorio. Eso sí, según criterios acordes con los Tratados, en particular con el principio de no discriminación entre productos nacionales y no nacionales. Por ello las medidas sólo se pueden referir al cultivo y no a la libre circulación e importación de semillas o material vegetal para propagación de OMGs. Dichas medidas, en general, estarán orientadas a preservar áreas para cultivos convencionales o biológicos en las que no coexistan con los OMGs, evitando así la transferencia de genes de éstos a aquéllos. En ningún caso los Estados miembros revisarán el umbral de protección de la salud humana, animal y del medio ambiente, que seguirá siendo competencia exclusiva de la Unión. Por ello, y como medida de transparencia, los Estados que deseen adoptar tales medidas deberán comunicarlas, de forma justificada, ante la Comisión y el resto de Estados un mes antes de su adopción. Uno de los objetivos de esta medida es evitar que algunos Estados miembros  (Austria, Francia, Grecia, Hungría, Alemania, Luxemburgo, Polonia...) se acojan injustificadamente a la cláusula de salvaguardia (Art. 23 Dir. 2001/18/EC).

¿Qué otros OMGs podemos encontrar en la UE aunque no se cultiven aquí? 
 

No sólo es imprescindible la autorización para el cultivo de OMGs, también para la importación y para su uso en la alimentación humana, animal y en la transformación industrial. Actualmente sólo algunas variedades de maíz, algodón, soja, patata, colza, clavel y remolacha azucarera están autorizadas con esta finalidad por la UE. En el siguiente enlace se puede obtener información sobre el estado y alcance de la autorización. Por lo tanto, ninguna verdura que se encuentre en el supermercado es transgénica porque no está autorizado ni su cultivo ni su importación. Así de simple. Como se puede ver la UE ha sido poco partidaria tanto del cultivo como de la importación de OMGs. A pesar de que fue en Europa donde se "inventó" la tecnología para crear OMGs, lo cierto es que no estamos sacando mucho provecho de ella, al contrario que muchos otros países. Además, tanto la comida procesada como los piensos que contengan más de un 0,9% de algún OMG aprobado deben indicarlo convenientemente en la etiqueta para asegurar la libertad de elección de consumidores y ganaderos.

Política de tolerancia cero hacia cualquier traza de OMG no autorizado en la UE

¿Qué pasa cuando aparecen trazas de OMGs no autorizados en los cargamentos importados por la UE? No se recibe el cargamento y éste debe volver a su puerto de origen. Esto ya ha ocurrido. En 2009 varios cargamentos de soja transgénica (180.000 toneladas) procedentes de Estados Unidos tuvieron que volver a su puerto de salida, no porque la soja no estuviera autorizada para su importación, sino porque se detectaron trazas de una variedad de maíz transgénico no autorizado correspondiente a un cargamento anterior. La política de tolerancia cero abrió una guerra comercial con los Estados Unidos y, dado que cada vez son más los países que incorporan la tecnología de los transgénicos (29 en 2011 y 40 en 2015, según estima el International Service for the Acquisition of Agri-biotech Applications, ISAAA), llegará a plantearse un escenario en el que la UE no encontrará ningún país que produzca variedades autorizadas de maíz o soja imprescindibles para alimentar a nuestra ganadería y, por tanto, para garantizar el suministro de carne. La conclusión obvia es que la política de tolerancia cero, unida a la lentitud con la que se aprueban las nuevas variedades que se pueden importar, podría conducir a la ruina económica de la Unión, tal como ya adelantaban Robert Wager y Alan McHughen en su artículo titulado "Zero sense in European approach to GM" al que corresponde la siguiente figura que expresa de forma jocosa y sarcástica el futuro al que nos enfrentamos. Puede que la no autorización de soja o maíz transgénico nos obligue a rebajar sustancialmente otros estándares de calidad si queremos seguir nutriéndonos de carne:

Los cultivos transgénicos llevan cultivándose en el mundo desde 1996 y, aunque no son una panacea, son un elemento fundamental en la producción de alimentos suficientes para toda la humanidad, y en la reducción del uso de pesticidas y de otros insumos, especialmente de agua, además de garantes de la seguridad alimentaria. Debido a todas estas ventajas, el potencial futuro de los cultivos transgénicos es enorme, pero para poder aprovechar dichas ventajas es decisivo que los dirigentes políticos establezcan una legislación adecuada. Esta legislación debe posibilitar la aprobación de los cultivos transgénicos basándose en evidencias científicas, por supuesto, pero además habrá de llevarse a cabo en un plazo adecuado y a un coste razonable. La falta de una regulación adecuada es el principal obstáculo para el acceso adecuado a los cultivos transgénicos no sólo de la UE sino también de muchos países pobres. Afortunadamente, algunos de los países actualmente denominados emergentes han adoptado la tecnología transgénica con entusiasmo y ya están sacando réditos importantes. Entre ellos destacan de forma particular Brasil, India y China (Fuente ISAAA). Brasil es el segundo productor mundial de transgénicos, situado sólo por detrás de Estados Unidos, y es destacable cómo la combinación de una legislación apropiada, unida a su propia capacidad para desarrollar nuevas variedades de cultivos transgénicos, ya sea en instituciones públicas (EMBRAPA) o mediante convenios de colaboración público-privados, les ha llevado a alcanzar un merecido liderazgo en el mercado mundial de transgénicos.

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• Editorial: The GMO Stalemate in Europe Louise O. Fresco                              Science 22 February 2013:  Vol. 339 no. 6122 p. 883, DOI: 10.1126/science.1236010 
•  PROFILE: ANNE GLOVER Europe's Science Superwoman Struggles to Get Off the Ground The first chief science adviser for the European Commission’s president speaks her mind and some call her “inspiring,” but can she influence policy? Kai Kupferschmidt                                                                                                 Science 8 March 2013: Vol. 339 no. 6124 pp. 1144-1147 DOI:10.1126/science.339.6124.1144